首页 家蚕病害诊断辅助系统 家蚕病害远程诊断 关注养蚕安全 家蚕病理学与病害控制研究室 养蚕札记 蚕丝业文化
 
当前位置:首页 > 关注养蚕安全
家蚕对血液型脓病的抗性与防治策略
阅读次数:3612 [2012-09-05]
摘 要针对近年来家蚕血液型脓病发生和流行较为严重的现状,分析和讨论了家蚕对血液型脓病的抗性特点和规律。提出抗血液型脓病家蚕品种的培育是一项长期任务和目标;重视养蚕环境的洁净、家蚕饲养标准的执行、消毒用药的规范,以及杜绝化学污染物或农药的危害是该病害防治策略中的现实重点
关键词  家蚕 血液型脓病 防治 策略 重点
中图分类                   文献标识码                             文章编号   
 
    养蚕生产中病害防控的两大方面就是选择抗性品种(良种)和规范饲养(良法),也是农业生产的一般规律。家蚕血液型脓病是近年来养蚕生产中较为普遍发生,并不时发生部分农户或一定养蚕区域内绝产的情况。因此,培育对该病具有良好抗性的实用蚕品种、研发能够有效治疗该病的药物或建立和落实符合省力化养蚕模式的防病技术也成为从业者的关注热点。正确理解家蚕对血液型脓病(或家蚕血液型脓病病毒-Bombyx mori Nuclear Polyhedrosis Virus,BmNPV)的抵抗性,有助于生产上采取合理措施,有效控制该病的流行和爆发。
    家蚕的抗性包括两个方面,其一是对病原微生物的抗性,也称之为抗病性;其二是对养蚕环境的抗性,也称之为抗逆性。家蚕对病原微生物和环境因子(化学和物理等)的抗性与品种等有关,家蚕不同品种间对不同病原微生物和环境因子(化学和物理等)的抗性存在明显的差距,两种抗性间也存在密切的关系。
1 不同家蚕品种的抗性差异
至少500多个育种材料或杂交蚕种(包括部分杂交种的正反交和部分不同实验室使用的相同品种)对家蚕对血液型脓病抗性得到评价或鉴定[1-10],在评价或鉴定这些品种的抗性时,主要采用两种方法,其一是测定品种对家蚕血液型脓病病毒多角体(Bombyx mori Nuclear Polyhedrosis Virus Polyhedron,BmNPB)的IC50(或LC50和LD50),其二是测定相同感染剂量(或浓度)下的死亡率(或感染率)后统计学的差异显著性比较。前者是抗性测定的规范方法,对实际指导的意义更大;后者在相差不多的百分点时,就可统计分析称差异极显著或显著,属于统计学方法应用不当,对实际的指导意义不大。
       由于不同环境(病毒的新鲜程度、家蚕试验温湿度标准程度、桑叶质量等)条件下的试验很难有绝对数值比较性,对不同品种抗性的评价以同一实验条件下进行的比较数据较为可取。在对育种素材的评价中,品种间IC50(或LC50)的差异在103的范围之内(简而言之,抗性差1000倍以内),其中品种的系统间抗性存在欧系>日系>中系的趋势,多化>二化>一化、日一化>欧一化>中一化、日二化>中二化的趋势[1-2];杂交品种间的IC50(或LC50)差异较小,多数在10倍以内,个别曾报道育成过程中的品种可达8.71×102[7]
2 饲养温度对抗性的影响
    家蚕是一种变温动物,温湿度等外界环境的变化直接影响其生理状态,湿度主要通过影响家蚕的水分代谢而发生间接影响,而温度则直接影响家蚕各种酶的活性和相互之间的平衡,从而影响其生理状态或抗性。
    已有试验表明温度对家蚕抗BmNPV具有明显的影响。1~3龄21℃、25℃、29℃和33℃不同温度饲养,4龄起蚕经口接种BmNPB后的LC50分别为:0.4474、0.4330、0.5657和2.5192,即1~3龄33℃饲养较25℃饲养家蚕对BmNPV的抗性下降121.96倍。1~4龄21℃、25℃、29℃和33℃饲养,5龄起蚕经口接种BmNPB后的LC50分别为:0.6074、1.0000、1.5000和2.3000,即33℃饲养较25℃饲养家蚕对BmNPV的抗性下降19.95倍[11]
    1~4龄25℃饲养,5龄起蚕经口接种BmNPB后,21℃、25℃、29℃和33℃饲养的LC50分别为:1.3204、0.8931、1.5000和2.0538,即33℃饲养较25℃饲养家蚕对BmNPV的抗性下降14.48倍[11]
    1~3龄25℃饲养,3眠眠中置于25℃、32℃和36℃,起蚕经口接种BmNPB,再于25℃饲养,其LC50分别为:1.625、2.3103和2.5,即眠中36℃和32℃分别较25℃家蚕对BmNPV的抗性下降7.50倍和4.85倍[11]
    25℃饲养至4龄起蚕,正常饷食和绝食24h后饷食并经口接种BmNPB,分别在19℃、25℃、31℃和37℃饲养,其LC50分别为:0.1249、0.3913、0.5833、1.3333和3.5192,即绝食24h后37℃饲养较绝食24h-25℃饲养和未绝食-25℃饲养家蚕对BmNPV的抗性下降16.2倍和2479.1倍。5龄起蚕绝食24h后的抗性下降约为10倍[11]
    高温引起血液型脓病流行和爆发的事件也是近年在部分蚕区时有发生的农业灾害,家蚕5龄期或熟蚕期高温对BmNPV的抗性影响也是非常值得关注的问题。
3 不同发育阶段和饲料因素对抗性的影响
    蚁蚕、2龄蚕、3龄蚕、4龄蚕和5龄蚕经口接种BmNPB的LC50分别为:3.5318、2.6456、1.4319、0.5672和0.6160,4龄蚕和5龄蚕较蚁蚕的抗性分别提高921.7倍和823.8倍,即随着龄期的增加家蚕对BmNPV的抗性明显增强[12]
    桑叶粉含量为10%和50%人工饲料3龄起蚕)的LC50分别为:2.2709和1.1338,即人工饲料中桑叶粉含量的增加有利于提高家蚕对BmNPV的抗性[13]。该现象可推测为桑叶叶绿体中的叶绿素a是家蚕消化道内具有抗BmNPV活性的红色荧光蛋白(RFP)的原料有关[14-20]。在氟化物污染蚕区,以“使用偏嫩桑叶”作为防氟技术措施往往导致血液型脓病的爆发,也是饲料质量影响家蚕抗BmNPV能力的事例。
    此外,化学污染物或农药等轻微污染桑叶的情况下,是否对家蚕抗BmNPV能力有明显的影响同样值得关注。
4 防治途径和策略
    综合防治是蚕病防治的基本策略,综合防治由选用良种、严格消毒和精心饲养等单项技术组成,在防治家蚕血液型脓病方面同样适用。选用良种或培育对BmNPV具有良好抗性的家蚕品种是各项技术的基础、严格消毒是杜绝BmNPV等病原微生物与家蚕相互作用的有效方法、精心饲养是充分发挥品种潜能的保障性技术。
4.1 家蚕品种
家蚕对BmNPV抗性的品种素材或实用品种间的差异(≤1000倍)[1-7]和其抗性由多基因控制[21]或受一对主效显性基因和若干微效基因控制[22-23]的抗性遗传基础和规律,以及这些抗性相关基因与经济现状相关基因间的复杂关系,品种素材基础和传统杂交育种等方法在育成抗性品种方面存在较大的困难。随着人类对BmNPV侵染家蚕分子机理认识的深入和生物技术的快速发展,利用转基因技术可以提高家蚕对BmNPV的抗性,但这种抗性提高的实用价值有多大尚未得到系统的科学评价[24-26]。此外,利用转基因技术解决该问题,同样遭遇抗性相关基因与经济性状相关基因间的复杂关系,以及基因调控网络(genetic regulatory networks)的连续性、动态性和复杂性的现实认知。
    家蚕的BmNPV抗性品种培育在近期难于满足实际生产期望的现实中,加强对抗性品种培育的遗传学、育种技术和新品种培育等研究的投入,无疑是一项任重而道远的工作。而建立家蚕品种的BmNPV抗性鉴定标准,对现有各蚕区当家蚕品种或新育成品种的BmNPV抗性科学评估,则对各蚕区选择推广新品种和不同区域和蚕季选择适用品种(蚕品种的布局)具有十分积极的现实意义。
4.2 防病药物
在生产上通过使用治疗药物,解决家蚕血液型脓病的流行和爆发问题是蚕农或部分技术人员非常迫切的期望,虽然已有试验研究证明β-丙内酯等化学物品对家蚕BmNPV感染后的发病具有明显的抑制效果[27],但有效并不等于可用。客观上至今未有试验证实可实用化的家蚕病毒病治疗用药物,更无合法的治疗用药(http//www.ivdc.gov.cn)。该问题也可能与家蚕幼虫期过短的客观现实或研究不够深入有关。在生产基层出现的诸多防治家蚕血液型脓病的药物(均为假药),不仅没有成效而延误防治机遇,更多的是扰乱正常的病害防控和直接在经济上坑害蚕农。
养蚕消毒的目标在于使家蚕所处环境或被感染BmNPV的剂量在其抗性范围之内。长久以来强碱性化学物质一直被作为家蚕血液型脓病的主要消毒剂,用于蚕体蚕座消毒的新鲜石灰粉的作用已被普遍接受,但“新鲜”两字的到位率并不十分乐观。用于蚕室蚕具消毒的主要消毒药物应该是含氯消毒剂,但该类消毒剂的强腐蚀性或其中有机氯消毒剂的酸碱度和溶解性一直是困扰其技术到位率的主要问题。一些复合消毒剂试图通过复合使用药物改善该类问题,但复合后溶液的消毒效果和强碱性的稳定性(基于实际生产)是否可靠?是否存在弥补一些缺陷或改善一些性能后出现了其它的问题?基于血液型脓病流行的现状和新型消毒药物的研发方向都是非常值得认知和思考的问题[28-31]
防止养蚕环境被病原微生物所污染,无疑是优先于消毒的防病基础,也是目前生产技术水平上可取得明显防治成效的一种途径。此外,随着部分蚕区养蚕设施的改进、化学工业的快速发展,以及杀灭BmNPV的关键问题仅是打开包裹BmNPV的多角体等有利条件,研发有效防治家蚕血液型脓病等病害的新型蚕用消毒剂还是具有很大的发展空间。
4.3 饲养技术
高温(37℃)和绝食(24h)共同作用下,家蚕对BmNPV的抗性可下降1000倍以上[11],而实际生产中如此高温冲击并非罕见和“等等齐”等农作习惯的蚕区,也可认为饲养技术较品种抗性更重要。温度和桑叶(过度饥饿和桑叶偏嫩等)在直接影响家蚕抗性外,还可与湿度等环境因子一同从病原微生物的扩散方面,间接影响家蚕血液型脓病的流行与爆发。现有养蚕技术标准并非是一种复杂的系统,但实际生产中偏离标准的情况应该说十分常见,而遭遇极端气候条件下的偏离往往造成蚕病的爆发。由于各蚕区或饲养农户的饲养环境和饲养条件的不同,因地制宜尽力维持家蚕在饲养标准中生长是防止血液型脓病流行和爆发的有效途径。
此外,从流行病控制的角度而言,饲养技术中“大小蚕分养,小蚕共育”、“合理催青保护”、“加强眠起处理,及时淘汰病死蚕和隔离迟眠蚕”,以及“防止化学污染物或农药的污染”等都是精心饲养、充分发挥蚕品种抗性和其它优良性状的有效保障措施。
    家蚕血液型脓病的综合防治在涉及蚕品种、消毒和饲养技术外,宏观上的养蚕布局、小蚕共育技术的推进和桑园管理等都是综合影响的因素,不同蚕区根据自身农作规律、养蚕技术条件和技术水平,突出重点问题和抓住关键技术是有效防止家蚕血液型脓病流行和爆发的基本策略。
  
 
参考文献
[1] 张远能,刘仕贤,霍用梅,欧少容. 若干家蚕品种对六种主要蚕病的抗性鉴定[J]. 蚕业科学,1982,82):94~97
[2] 陈克平,林昌麒,吴冬秀,姚琴,方琴琴. 家蚕保存种对核型多角体病的抗性[J]. 蚕业科学,1991,171):45~46
[3] 朱勇,鲁成,陈萍,余贵玲,曾华明,冉小曾,赵邦美. 家蚕对核型多角体病毒( NPV)抗性的遗传学研究[J]. 西南农业大学学报,1998,202):100~103
[4] 汪萍,徐安英,李奕仁,叶夏裕,李桂芳. 现行春用蚕品种对核型多角体病毒病的抵抗性比较[J]. 中国蚕业,2002,231):25~25
[5] 何丽华,王永强,何克荣,周金钱. 秋丰×白玉对血液型脓病的抗性试验[J]. 蚕桑通报,2002,332):13-14
[6] 闭立辉,石美宁,顾家栋,韦博尤,浦月霞,黄红燕. 家蚕两广二号亲本对NPV抗性比较[J]. 广西蚕业,2004,411):7-10
[7] 费美华,石美宁,闭立辉,顾家栋,罗坚,韦博尤,冯振强,陆瑞好,胡乐山,黄君霆. NPV感染蚕品种选育试验[J]. 广西蚕业,2006,432):1~6
[8] 陆瑞好,石美宁,闭立辉,顾家栋,黄君霆. 广西地区家蚕品种资源对BmNPV抵抗性的初步调查[J]. 蚕业科学,2007,331):117~120
[9] 李文学,青学刚,刘俊凤,刘刚,肖金树,徐安英. 家蚕品种871C×872CBmNPV抗性鉴定研究[J]. 西南农业学报,2011,242):779~781
[10] 黄平,廖鹏飞,谢道燕,董占鹏,朱水芬,董家红,白兴荣. 云南蚕区部分家蚕品种资源对BmNPV抵抗性的初步调查[J]. 蚕业科学,201137( 2) : 308 311
[11] 吴友良. 关于家蚕对NPV感染抵抗性的研究(II)与感染病毒前后饲育温度的关系[J]. 蚕业科学,198392):93~96
[12] 吴友良. 关于家蚕对N PV感染抵抗性的研究(I)与蚕发育阶段的关系[J]. 蚕业科学,198391):29~33
[13] 吴友良. 关于家蚕对N PV感染抵抗性的研究(III)与人工饲料内桑叶粉、VC和水分添加比率的关系[J]. 蚕业科学,198393):167-171
[14] Hayashiya K, Nishida J and Matsubara F. Inactivation of nuclear polyhedrosis virus in the digestive juice of silkworm larvae, Bombyx mori L. I. Comprarison of anti-viral activities in the digestive juices of larvae reared between on natural and artificial diets[J]. Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1968, 12:189193
[15] Hayashiya K, Nishida J and Kawamoto F. On the biosynthesis of the red fluorescent protein is the digestive juice of the silkworm larvae[J]. Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1971, 15:109114
[16] Nishida J. On the mechanism of the formation of red fluorescent protein in the digestive juice of the silkworm larvae[J]. Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1974, 18:126132
[17] Hayashiya K, Nshida J and Uchida Y. The mechanism of formation of the red fluorescent protein in the digestive juice of silkworm larvae-The formation of chlorophyllide-a[J].  Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1976, 20:3743
[18] Hayashiya K, Uchida Y and Nishida J. Comparison of anti-viral activities of the silkworm larvae reared in light and in darkness in relation to the formation of red fluorescent proteinRFP[J].  Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1976, 20:139143
[19] Hayashiya K, Uchida J and Himeno M. Mechanism of anti-viral action of red fluorescent proteinRFPon nuclear-polyhedrosis virusNPV in silkworm larvae[J]. Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1978, 22:238242
[20] Uchida Y and Hayashiya K. Biosynthesis of a red fluorescent proteinRFPin the digestive juice of the silkworm larvae, Bombyx mori L.Lepidoptera: Bombycidae. Fomation of a chlorophyllide-a-midgut protein complex[J]. Jap. J. Appl. Ent. Zool., 1981, 25:94100
[21] 中国农业科学院蚕业研究所. 家蚕遗传育种学[M]. 北京: 科学出版社,1981182~ 196
[22] 孟智启. 家蚕对核型多角体病毒病抵抗性遗传规律的研究[J]. 蚕业科学,1982,82):133~138
[23] 陈克平、林昌麒、姚勤. 家蚕对核型多角体病的抗性及遗传规律的研究[J]. 蚕业科学,1996223):160~164
[24] Peng K, van Lent J W, Valk J M, Hu Z, van Oers M M, In situ cleavage of baculoavirus occlusion-derived virus receptor binding protein P74 in the peroral infectivity complex[J].  J Virol., 2011,85(20):10710~10718
[25] IsobeR, KojimaK, Matsuyama1T, QuanG-X, KandaT,TamuraT, SaharaK, AsanoS-I and BandoH. Use of RNAi technology to confer enhanced resistanceto BmNPV on transgenic silkworms[J]. Arch. Virol.2004149: 1931~1940
[26] 叶秋霞薛仁宇曹广力张鹏杰潘中华郑小坚贡成良. 表达短lef-1 dsRNA转基因家蚕对BmNPV的抵抗能力与主要经济性状[J]. 蚕业科学,201137( 5) : 825~831
[27] 吕鸿声. 昆虫病毒与昆虫病毒病[M]. 北京:科学出版社,1982405407
[28] 浙江大学. 家蚕病理学[M]。北京:中国农业出版社,2001213~232
[29] 鲁兴萌,金伟. 蚕室蚕具消毒剂的实验室评价[J]. 蚕桑通报,1996,27(4):6~8
[30] 鲁兴萌. 蚕用兽药的现状与应用[J]. 蚕桑通报,2009,40(2):1~5
[31] 黄旭华,朱方容石美宁汤庆坤. 4 种蚕业常用含氯消毒剂的性能比较试验[J]. 广西蚕业,2008,392):243~247